La dermatophytose est une infection des tissus kératinisés, poils, couche cornée et griffes, par des champignons capables de digérer la kératine. Chez le chien et le chat, elle est surtout due à Microsporum canis, à Nannizzia gypsea et au complexe Trichophyton mentagrophytes. Elle est contagieuse et transmissible à l’homme. Le diagnostic doit donc être le plus rapide possible.
Pourtant, l’aspect clinique de la dermatophytose est si variable qu’elle entre dans le diagnostic différentiel de presque toutes les alopécies. Aucun examen ne résout seul toutes les situations : chacun répond à une question précise, avec ses forces et ses faiblesses. Faisons donc un tour d’horizon de tous les examens mycologiques à notre disposition.
1 Ce que le diagnostic doit établir
1.1 Espèces en cause et nomenclature actuelle
La classification des dermatophytes a été remaniée par les analyses génétiques. On distingue désormais six genres pathogènes : Microsporum, Trichophyton, Epidermophyton, Nannizzia, Lophophyton et Arthroderma (Begum et al., 2020). Microsporum gypseum est ainsi devenu Nannizzia gypsea (Lopes et al., 2024). De même, les publications récentes parlent de Nannizzia persicolor là où les traités plus anciens décrivaient Microsporum persicolor (Miller et al., 2013).
Microsporum canis domine largement. Dans une série portugaise de 4 716 prélèvements recueillis entre 2012 et 2023, il représentait 63,9 % des cultures positives, devant Trichophyton spp. (20,3 %) et Nannizzia gypsea (8,1 %). La fréquence des cultures positives était plus élevée chez le chat (17,4 %) que chez le chien (9,1 %) (Lopes et al., 2024). Chez le chat vu en consultation de référé, M. canis est souvent le seul agent isolé : sur 1 457 chats d’une série italienne, les 54 dermatophytoses étaient toutes dues à M. canis (Colombo et al., 2026). Dans une étude brésilienne, Nannizzia représentait 24,4 % des dermatophytes isolés chez le chien, contre 7,1 % chez le chat (Bescrovaine et al., 2023).
L’espèce oriente vers la source de contamination : un chat, le sol, un rongeur ou un hérisson. Elle conditionne aussi l’intérêt de certains examens, puisque seul M. canis donne la fluorescence obtenue avec la lampe de Wood (Miller et al., 2013).
1.2 Infection, portage mécanique et contamination
Un dermatophyte isolé sur le pelage ne signe pas forcément une infection, car la brosse ramasse aussi les spores de passage (Miller et al., 2013). On distingue trois situations : l’infection chez un animal par ailleurs en bonne santé, l’infection asymptomatique, et la culture positive sans lésion, qui traduit un simple portage mécanique de spores (Moriello, 2019). Sur 467 chats sains appartenant à des étudiants vétérinaires, 2,1 % étaient porteurs de M. canis ; cette proportion atteignait 15,7 % chez 134 chats de fourrière vivant ensemble (Mignon et Losson, 1997). Sur 181 chats sains vus en clinique, M. canis a été isolé chez quatre chats, tous issus de foyers de plus de deux chats (Sparkes et al., 1994).
Le chat réellement infecté entretient la multiplication du champignon et disperse de grandes quantités de spores. Le porteur mécanique, lui, ne fait que transporter ce qu’il a ramassé. Dès que la source active est retirée, la dissémination s’arrête donc (Mignon et Losson, 1997).
1.3 Un examen positif peut suffire, mais un examen négatif n’exclut pas la dermatophytose
Le consensus de la World Association for Veterinary Dermatology (WAVD) ne reconnaît aucun examen comme référence unique (Moriello et al., 2017 ; Peano, 2026). Un examen positif peut pourtant suffire à conclure, lorsqu’il montre le champignon dans le tissu lui-même : des hyphes ou des arthrospores sur un poil prouvent la dermatophytose (Miller et al., 2013). Deux méthodes seulement apportent cette preuve d’une infection vraie du follicule, l’examen microscopique direct et la biopsie cutanée. L’examen direct peut porter sur des poils arrachés, sur un raclage ou sur un ruban adhésif appliqué sur la lésion (Moriello, 2019). Les autres résultats positifs orientent sans prouver. La fluorescence à la lampe de Wood désigne des poils à confirmer par l’examen direct ou la culture, et une culture positive peut ne refléter qu’un portage.
Un résultat négatif, en revanche, n’exclut jamais la maladie. La lampe de Wood reste négative lorsque l’espèce ne fluoresce pas. Dans une série de kérions, forme nodulaire et inflammatoire de la dermatophytose, elle était négative chez les 23 chiens (Cornegliani et al., 2009). L’examen direct ne met en évidence les éléments fongiques que dans 40 à 70 % des cas (Miller et al., 2013). Devant une suspicion clinique forte, un premier résultat négatif appelle donc un autre examen, et non la clôture du diagnostic.
2 La lampe de Wood
2.1 Principe, espèces fluorescentes et conditions d’examen
La lampe de Wood émet un rayonnement ultraviolet. Sous ce rayonnement, les poils envahis par certaines souches de M. canis prennent une fluorescence vert pomme, qui suit la tige du poil (Moriello, 2020). Cette fluorescence est due à un métabolite hydrosoluble situé dans le cortex ou la médulla du poil : la ptéridine (Marsella, 2021 ; Pressanti, 2023) ou un métabolite du tryptophane. Les squames, les croûtes et les cultures ne fluorescent pas (Miller et al., 2013). Les autres dermatophytes capables de fluorescer sont exceptionnels chez les carnivores domestiques : Microsporum audouinii, M. distortum et Trichophyton schoenleinii. N. gypsea ne fluoresce que rarement, et faiblement ; T. mentagrophytes ne fluoresce jamais.
Miller et al. (2013) indiquent une longueur d’onde de 253,7 nm. Les ouvrages plus récents donnent une bande de 320 à 400 nm (Moriello, 2020 ; Simpson, 2020 ; Pressanti, 2023). Hnilica et Patterson (2017) indiquent 340 à 450 nm, et Coyner (2020) 320 à 450 nm avec un pic à 365 nm. La lampe de Wood n’est pas une simple lumière noire. La lumière noire émet beaucoup de lumière bleue visible, qui gêne la lecture de la fluorescence (Coyner, 2020). Une lampe médicale branchée sur secteur, munie d’une loupe intégrée, est recommandée. Les lampes à piles, elles, sont jugées inadéquates (Moriello, 2014 ; Moriello, 2020).
Miller et al. (2013) et Coyner (2020) recommandent d’allumer la lampe 5 à 10 minutes avant l’examen, car la longueur d’onde et l’intensité dépendraient de la température. Moriello (2014, 2020) estime au contraire que la lampe est fonctionnelle dès l’allumage. Selon elle, la « fluorescence retardée » observée par certains tient au temps d’adaptation de l’œil de l’examinateur à l’obscurité. Une revue récente tient d’ailleurs la chauffe de 5 minutes pour une idée reçue, et conseille de consacrer ce temps à l’adaptation de l’œil (Long et Gow, 2026). D’autres auteurs recommandent à la fois de laisser chauffer la lampe et d’accorder à ses yeux le temps de s’adapter à l’obscurité (DeBoer, 2015 ; Hnilica et Patterson, 2017). La durée de chauffe conseillée varie elle-même de 2 minutes (Verde, 2018) à 10 minutes au moins (NAVDF, 2025).
On examine l’animal dans une pièce plongée dans le noir, la lampe tenue à 2 à 4 cm de la peau selon Simpson (2020), à 5 à 10 cm selon Verde (2018). Un examen complet demande 2 à 5 minutes, avec une attention particulière pour la tête, la face et les membres. Chez le chaton, une infection débutante peut se limiter à quelques minuscules touffes de poils fluorescents autour de la face ou sur les membres, qu’un examen hâtif manque (DeBoer, 2015). Les erreurs les plus courantes sont de ne pas utiliser une vraie lampe de Wood, de travailler dans une pièce insuffisamment sombre et de ne pas prendre assez de temps (Moriello, 2022). Les poils infectés sont souvent cachés sous les croûtes et les squames. Il faut donc les soulever (Miller et al., 2013).
Photo 1 : Lampe de Wood
2.2 Performances chez le chat et chez le chien
Les chiffres publiés vont du simple au double, et l’écart tient d’abord à la technique. Les publications les plus anciennes retiennent qu’environ la moitié des infections à M. canis fluorescent (Miller et al., 2013), et les données historiques s’échelonnent de 30 à 54 % (Ludwig et al., 2024). Les auteurs du consensus de la WAVD défendent au contraire que la fluorescence est une propriété de l’espèce, et qu’elle se voit dans la grande majorité des infections non traitées lorsque le matériel et la méthode sont corrects : plus de 91 % des animaux non traités selon Moriello (2019), près de 100 % selon une revue récente (Long et Gow, 2026), et 70 à 100 % des cas chez un utilisateur entraîné (Kunder, 2022). Pour ces auteurs, les faux négatifs viennent donc de l’examen plutôt que du champignon : matériel inadéquat, absence de loupe, contention difficile ou technique insuffisante (Moriello, 2020). Un examen négatif renseigne ainsi davantage sur les conditions dans lesquelles il a été fait que sur l’infection elle-même.
Les études de terrain mesurent autre chose : ce que l’examinateur détecte en conditions réelles. Leurs sensibilités restent donc en deçà de ce que le consensus estime possible, et aucune ne dépasse 71 %. La lampe de Wood a détecté 45,5 % des 77 infections à M. canis confirmées en culture dans une série italienne (Cafarchia et al., 2004), 13 des 20 animaux atteints d’une étude prospective (Ludwig et al., 2024), 66,8 % des chats infectés d’un refuge nord-américain (DeTar et al., 2019) et 71 % de ceux d’un refuge tchèque (Mrazkova et al., 2023). Sa spécificité, calculée par rapport à la culture, allait de 74,8 % dans le premier refuge à 92 % dans le second. L’écart se creuse chez le chien, où les espèces non fluorescentes sont plus fréquentes : dans une étude brésilienne portant sur 282 animaux, la sensibilité était de 39,1 % chez le chien contre 73,8 % chez le chat, pour une spécificité de 89,2 % et de 80,7 % (Dubugras et al., 1992)
Le consensus de la WAVD retient, pour sa part, que la lampe de Wood a de bonnes valeurs prédictives positive et négative (Moriello et al., 2017).
2.3 Faux positifs, faux négatifs et choix des poils à prélever
Les faux positifs sont fréquents lorsque l’on se contente d’une lueur diffuse. La kératine, le savon, les dérivés du pétrole, les fibres de moquette et de nombreux topiques brillent aussi sous la lampe (Miller et al., 2013). Certaines bactéries, comme Pseudomonas aeruginosa, le font également, mais sans la teinte vert pomme d’un poil infecté. La couleur aide à trier : la vaseline donne une lueur violette, l’acide salicylique une teinte verdâtre, les vêtements blancs un reflet bleu-blanc (Verde, 2018). Les débris épidermiques donnent un halo blanchâtre à violacé, alors que la vraie fluorescence est d’un vert pomme vif, comparable à celui d’un cadran de montre lumineux (DeBoer, 2015). Toute fluorescence des squames, des croûtes ou des griffes est fausse. Pour limiter ces erreurs, il faut voir fluorescer des tiges pilaires individuelles (Miller et al., 2013 ; DeBoer, 2015). La fluorescence met aussi du temps à apparaître : elle est en général visible après 10 à 14 jours d’infection (Ludwig et al., 2024). Les faux négatifs, eux, tiennent à l’espèce en cause, aux souches non fluorescentes, ou à des topiques appliqués auparavant : l’iode, la povidone iodée ou le captane, par exemple, suppriment la fluorescence (Miller et al., 2013 ; Verde, 2018).
Une fluorescence n’est pas non plus la preuve d’une infection active, car elle ne s’accompagne pas forcément de spores dans le poil. Elle peut aussi persister sur les poils après la guérison. Une zone fluorescente peut donc se révéler négative au trichogramme ou en culture (Marsella, 2021). C’est pourquoi on confirme la présence du dermatophyte par l’examen microscopique des poils ou, de préférence, par la culture (DeBoer, 2006 ; DeBoer, 2015).
Le meilleur usage de la lampe de Wood n’est donc pas de poser le diagnostic, mais de choisir les poils à examiner ou à mettre en culture (Miller et al., 2013). On arrache les poils fluorescents à la pince. Si la tige coupée fluoresce, sa partie proximale extraite du follicule doit aussi fluorescer. La même lampe aide ensuite à repérer ces poils sur la préparation, posée à côté du microscope ou tenue à 2 ou 3 cm au-dessus de la lame (Miller et al., 2013 ; Moriello, 2020).
3 La dermoscopie
3.1 Aspects des poils infectés
Le dermoscope est une loupe éclairante, tenue à la main, qui grossit une dizaine de fois. Scarampella et al. (2015) ont décrit les images chez 12 chats atteints de dermatophytose et 12 chats présentant une alopécie auto-induite. Chez les chats infectés, les lésions circonscrites montraient des poils opaques, légèrement courbés et cassés, d’épaisseur homogène, qualifiés de « poils en virgule ». Ils s’accompagnaient de squames brunes à jaunes. Les chats à alopécie auto-induite présentaient au contraire des tiges normales, cassées net à des longueurs différentes, des touffes coupées au même niveau, et des poils en crochet ou enroulés. L’examen ne demande aucune sédation (Scarampella et al., 2015).
Comme la lampe de Wood, le dermoscope sert d’abord à trouver les poils à prélever pour l’examen direct, avec ou sans lampe de Wood. Les poils infectés se repèrent plus facilement chez les chats à robe claire. Le principal obstacle est la coopération de l’animal (Moriello, 2020).
3.2 Performances et limites
Dans une étude, sur 67 chats, 36 avaient une culture positive. La dermoscopie l’était chez 21 de ces 36 chats. Le dermoscope aide à choisir les poils à cultiver, mais le diagnostic doit reposer sur plusieurs tests (Dong et al., 2016). Dans une étude brésilienne comparant six méthodes sur les mêmes prélèvements de 48 chats, la dermoscopie et l’examen direct ont donné des résultats jugés insatisfaisants (Mendes et al., 2024). Une revue systématique récente de la dermoscopie vétérinaire souligne le besoin d’une terminologie standardisée et d’études prospectives (Plozner et al., 2026).
En l’état actuel, la dermoscopie reste donc un outil d’orientation qui ne remplace ni l’examen direct ni la culture (Dong et al., 2016 ; Moriello, 2020).
4 L’examen direct
4.1 Prélèvement et techniques d’éclaircissement
L’examen direct est un examen peu coûteux, qui peut confirmer la dermatophytose dès la première consultation (Moriello, 2020). On prélève les poils en bordure de lésions récentes ou en extension, non traitées; on recherche les poils cassés ou déformés, associés à l’inflammation, aux squames ou aux croûtes (Miller et al., 2013). Lorsque la lampe de Wood est positive, ce sont les poils fluorescents qu’on arrache. Chez le chat, l’association d’un raclage superficiel et d’un arrachage de poils en marge des lésions a confirmé le diagnostic dans 87,5 % des cas, sans l’aide de la lampe de Wood (Moriello, 2020). Dans certaines infections à Trichophyton spp. très cicatricielles, et dans toutes les infections à N. persicolor, les hyphes ne se trouvent que dans la couche cornée : il faut alors gratter les squames et ne pas se contenter des poils (Miller et al., 2013). Le test au ruban adhésif appliqué sur les croûtes permet de visualiser les hyphes (Guaguère et Muller, 2016). En pratique, on gratte donc les squames et les croûtes à la lame mousse ou à la spatule, en périphérie des lésions, et l’on applique le ruban adhésif directement sur les croûtes.
Chez l’animal, l’invasion est presque toujours de type ectothrix : les arthroconidies forment un manchon à la surface de la tige pilaire, alors que l’invasion endothrix, où les spores se forment dans la tige, est exceptionnelle. L’éclaircissement de la kératine y est donc moins nécessaire que chez l’homme. Pour Miller et al. (2013), l’huile minérale suffit. D’autres éclaircissent les poils et les squames avec quelques gouttes d’hydroxyde de potassium à 10 à 20 %. La lame est alors chauffée doucement 15 à 20 secondes, sans ébullition, ou laissée 30 minutes à température ambiante (Miller et al., 2013). Moriello (2020) déconseille tout éclaircissant, qui détruit la fluorescence, crée des artefacts et abîme les objectifs du microscope. Pour Peano (2026), l’éclaircissement améliore la lecture des prélèvements riches en kératine, alors que l’huile minérale suffit pour des poils seuls. Le choix se fait donc selon la nature du prélèvement. Abaisser et fermer le condenseur du microscope augmente le contraste et fait ressortir spores et hyphes (Kunder, 2022). Pour faciliter encore le repérage, on peut ajouter à l’huile du bleu coton au lactophénol ou du bleu de méthylène nouveau et attendre 10 à 15 minutes : les poils infectés prennent une teinte bleutée (Moriello, 2020).
À l’objectif 4 ou 10, les poils infectés se reconnaissent facilement. Ils sont plus larges, plus pâles et souvent plus réfringents que les poils normaux, qui apparaissent en comparaison comme de simples fils (Moriello, 2020). Leur contour est gonflé, effiloché, flou, et la limite entre cuticule, cortex et médulla disparaît. Ces signes se voient mieux près du bulbe (Miller et al., 2013). Lorsqu’ils sont cassés, leurs extrémités s’effilochent comme un balai (Hnilica et Patterson, 2017). Les arthroconidies forment un manchon de petits éléments arrondis autour du poil, tandis que les hyphes poussent à l’intérieur de la tige. La taille des conidies oriente vers le genre, sans l’établir : conidies de 5 à 8 µm en chaînes lâches pour N. gypsea, de 3 à 7 µm en chaînes denses pour T. mentagrophytes (Miller et al., 2013). Enfin, les dermatophytes ne forment pas de macroconidies dans les tissus. Toute macroconidie trouvée sur le pelage provient donc d’un saprophyte ou d’une contamination de l’environnement (Miller et al., 2013).
Photo 2 : Poil teigneux
4.2 Poils arrachés ou ruban adhésif : études comparatives
Une étude grecque a comparé les poils arrachés au ruban adhésif appliqué sur la lésion chez 45 animaux : 30 chiens, dont 19 atteints d’alopécie et 11 de kérion, et 15 chats. Le ruban adhésif a permis le diagnostic chez 82,2 % d’entre eux, les poils arrachés chez 66,7 % et la culture chez 80 % (Bouza-Rapti et al., 2023). Dans les kérions, le ruban adhésif et la culture avaient la même sensibilité, 10 cas sur 11, contre 4 sur 11 pour les poils arrachés. La même équipe grecque a confirmé ce résultat sur une série rétrospective de 40 chiens, dont 14 atteints de kérion, et 36 chats : dans le kérion, le ruban adhésif était 8 fois plus sensible que le trichogramme (Bouza-Rapti et al., 2025). Une étude australienne, prospective, a porté sur 5 chiens et 15 chats. Le ruban adhésif transparent, large de 1,8 cm, y était pressé au moins 4 fois sur la lésion, au centre comme en périphérie, jusqu’à perte d’adhérence. Le ruban était ensuite coloré par une coloration de type Romanowsky (May-Grünwald-Giemsa ou Diff-Quik), puis lu à l’objectif 4 pour repérer les zones intéressantes, enfin à l’immersion. Le ruban adhésif était positif chez les 20 animaux, le trichogramme chez 18, la culture chez 19 et la lampe de Wood chez 13. Chez les 3 chiens infectés par une espèce autre que M. canis, les hyphes étaient le seul élément fongique visible. Le seul cas négatif au trichogramme chez le chien, une infection à T. mentagrophytes, a été rattrapé par le ruban adhésif. Les éléments fongiques étaient aussi plus faciles à trouver sur le ruban adhésif : ils occupaient plus de 20 champs à fort grossissement chez 18 animaux sur 20, contre 11 sur 20 pour le trichogramme. Sur le ruban, ils se situaient au contact d’amas de neutrophiles et de radeaux de kératinocytes, et pas seulement de fragments de poils anormaux (Ludwig et al., 2024).
Dans les lésions nodulaires, le calque d’exsudat s’est révélé encore plus intéressant. Chez 23 chiens atteints de kérion, il a montré des arthrospores chez 21 d’entre eux, libres ou dans des fragments de poils au sein d’une inflammation pyogranulomateuse. L’examen des poils arrachés n’était positif que chez 8 chiens (Cornegliani et al., 2009). On prend le calque en pressant une lame sur l’exsudat obtenu par pression du nodule, puis on le colore comme une cytologie ordinaire. La cytologie cutanée classique peut aussi montrer des arthrospores de M. canis dans les infections sévères du chat, mais jamais de macroconidies (Moriello, 2020).
Dans l’étude australienne, sur les 7 animaux à lampe de Wood négative, 5 ne présentaient que des hyphes, sans manchon d’arthrospores (Ludwig et al., 2024). Dans une série italienne, l’examen direct était positif pour 53,2 % des cultures positives à M. canis (Cafarchia et al., 2004). Dans une étude portant sur 140 prélèvements animaux, il l’était pour 85,7 % des échantillons examinés après éclaircissement à la potasse (Piri et al., 2018). Dans une étude suisse portant sur 274 animaux, l’examen direct, mené en microscopie de fluorescence, était positif chez 29,3 % des 140 chats et 7,1 % des 113 chiens. Seuls 5 des 217 prélèvements négatifs à l’examen direct ont fini par donner une culture positive (Drouot et al., 2009). Ludwig et al. (2024) rappellent que la littérature attribue au trichogramme une sensibilité d’environ 60 %, chiffre repris de travaux antérieurs et non mesuré dans leur série, où cette sensibilité atteignait 90 %.
4.3 Apprentissage et fiabilité de la lecture
Même un clinicien expérimenté n’obtient pas toujours le diagnostic (Miller et al., 2013). Căpitan et al. (2018) ont soumis à des vétérinaires 40 préparations de poils, issues de 10 chats infectés par M. canis et de 10 chats sains. Les participants ont correctement classé en moyenne 12,7 lames sur 20 sans colorant, et 13,6 avec colorant. Après avoir consulté un guide illustré de poils infectés et sains, ils en ont correctement classé 16,9 sans colorant et 15,8 avec. Le guide augmentait nettement la probabilité d’une bonne réponse, ce que la coloration ne faisait pas. Par rapport à la culture, la sensibilité de l’examen direct était de 70,5 % et sa spécificité de 56 %.
Cette spécificité modeste était calculée par rapport à la culture, qui n’est pas elle-même une référence parfaite (Moriello et al., 2017). Miller et al. (2013) conseillent de s’entraîner sur des poils fluorescents d’un chat fortement infecté, conservés dans un flacon mal fermé, puis mélangés à des poils sains. Moriello (2020) insiste de même sur l’usage d’images comparatives de poils normaux et anormaux.
5 La culture fongique
5.1 Milieux : Sabouraud, DTM, RSM et doubles boîtes
La culture reste l’examen qui permet d’identifier l’espèce (Miller et al., 2013). Deux milieux sont traditionnellement employés : la gélose de Sabouraud dextrose et le Dermatophyte Test Medium (DTM). Le DTM est une gélose de Sabouraud additionnée de cycloheximide, de gentamicine et de chlortétracycline, qui freinent les contaminants fongiques et bactériens. S’y ajoute le rouge de phénol, indicateur de pH (Miller et al., 2013).
Les dermatophytes consomment d’abord les protéines du milieu, dont les métabolites alcalins font virer la gélose du jaune au rouge. La plupart des autres champignons consomment d’abord les glucides et ne font virer le milieu au rouge qu’après une incubation prolongée, de 10 à 14 jours ou plus (Miller et al., 2013). Ce virage ne prouve rien à lui seul. Blastomyces dermatitidis, Sporothrix schenckii, Histoplasma capsulatum, Coccidioides immitis, Pseudallescheria boydii et certains Aspergillus font aussi virer le DTM au rouge. L’examen microscopique de la colonie est donc indispensable. On manipule ces cultures sous hotte, car l’inhalation de leurs spores présente un risque pour l’homme (Miller et al., 2013).
La cycloheximide empêche l’isolement des champignons qui y sont sensibles, comme Cryptococcus neoformans, de nombreux Zygomycètes, certains Candida et Aspergillus. Le DTM peut aussi freiner la formation des conidies et masquer le pigment des colonies (Miller et al., 2013). Certains mycologues le jugent inférieur à la gélose de Sabouraud. Certains isolats de M. canis ne produisent pas le virage initial (Miller et al., 2013). Pour DeBoer (2015), qui préfère le DTM, quelques saprophytes comme Scopulariopsis consomment d’abord les protéines et font virer le milieu au rouge, et de rares dermatophytes ne le font pas virer. On examine donc au microscope toute colonie suspecte, même sans virage.
C’est pourquoi de nombreux dermatologues préfèrent des boîtes à deux compartiments, l’un de DTM, l’autre de Sabouraud. D’autres associent le DTM à un milieu de sporulation rapide (RSM), qui contient un indicateur au bleu de bromothymol virant au bleu-vert en milieu alcalin (Miller et al., 2013). Les laboratoires de mycologie utilisent souvent une gélose sans indicateur coloré, car certains additifs du DTM inhibent la pousse de pathogènes (Patel et Forsythe, 2008). Les variantes commerciales de DTM dites améliorées n’ont pas démontré d’avantage selon DeBoer (2015), qui n’est pas non plus convaincu de l’intérêt du RSM pour M. canis. Dans une étude comparative, cinq des six milieux commerciaux testés se sont comportés de la même façon, avec 100 % de pousse à 25 et à 30 °C, qu’ils soient ensemencés avec des souches de laboratoire ou avec des poils et des spores de chats naturellement infectés. Le sixième, conditionné en boîte autoscellante, n’a permis la pousse que dans 65,4 % des cas et se desséchait facilement (Moriello et al., 2010). Quant à la sélectivité du DTM, l’étude de Mendes et al. (2024), déjà citée, a comparé sur les mêmes 48 prélèvements de chats la dermoscopie, l’examen direct des poils, trois milieux de culture, Mycosel, Sabouraud et DTM, et la PCR. Le DTM y montre la meilleure sélectivité des trois milieux. En pratique, Moriello (2020) préfère les boîtes offrant une large surface, faciles à brosser et à prélever pour le microscope, aux flacons en verre à gélose inclinée, difficiles à ensemencer.
Photo 2 : Exemple de milieu de culture en clinique
5.2 Prélèvement et ensemencement : lésions, brosse, moquette, griffes
Sur un animal lésionnel, on prélève à la pince stérile des poils, des squames et des croûtes en périphérie d’une lésion récente. Chez les races à poil long, on peut raccourcir les poils pour n’en laisser dépasser que 0,5 à 1 cm (Miller et al., 2013). On dépose délicatement le prélèvement à la surface du milieu, sans l’enfouir. Amener le milieu à température ambiante avant l’ensemencement accélère la pousse (Hnilica et Patterson, 2017). Pour une lésion unique, on arrache les poils en bordure ; pour une forme généralisée, on préfère la brosse (Kunder, 2022). Chez le chat, DeBoer (2015) préfère la brosse dans tous les cas, car il est peu probable que tous les poils d’une zone lésionnelle soient infectés et l’arrachage peut manquer les poils atteints.
La méthode de la brosse, dite de MacKenzie, consiste à brosser le pelage avec une brosse à dents stérile puis à la presser sur le milieu. Elle est précieuse pour dépister les chats porteurs asymptomatiques (Miller et al., 2013). Une brosse neuve dans son emballage est mycologiquement stérile, sans autoclavage qui risquerait de la déformer. On passe la brosse sur la lésion elle-même, ou sur tout le pelage pendant 2 à 3 minutes en cas de suspicion d’infection inapparente (DeBoer, 2015). En chatterie, le propriétaire peut s’en charger, avec une brosse propre par chat, rangée dans un sachet étiqueté. Cela évite d’amener tous les chats à la clinique (DeBoer, 2015). Chez 26 chats de chatterie, dont 21 étaient positifs, presser les poils de la brosse sur la gélose a donné 20 boîtes positives sur 21. Transférer en plus les poils et squames piégés dans les soies n’a donné que 7 boîtes exploitables sur 21 : les autres étaient envahies de moisissures contaminantes, donc illisibles, et non négatives (Di Mattia et al., 2019). De même, trop de touches font pousser un tapis d’hyphes qui ne sporulent pas. Moriello (2020) conseille donc de s’en tenir à 6 à 8 touches, chacune restant visible. La méthode de la moquette consiste à passer sur tout le corps un carré de moquette stérilisé. Sa sensibilité est voisine : dans une chatterie infectée, la moquette a détecté 20 des 23 chats infectés, contre 21 pour la brosse. Elle est moins coûteuse et plus simple à envoyer (Bourdeau et al., 2004).
Les griffes et les coussinets sont souvent très contaminés et portent parfois des dermatophytes de passage. On les nettoie donc à l’alcool à 70 % avant de prélever. On élimine la partie distale de la griffe, puis on gratte la face concave de la partie restante (Miller et al., 2013 ; Coyner, 2020). Une autre technique consiste à couper la griffe atteinte puis à en râper la surface pour déposer de fines particules sur le milieu (Hnilica et Patterson, 2017). Un prélèvement ne voyage pas dans un tube fermé. L’humidité y reste, et les bactéries contaminantes s’y multiplient. Une enveloppe propre ou un pilulier au bouchon peu serré conviennent (Miller et al., 2013).
5.3 Incubation, lecture et identification
La vitesse de pousse dépend de la température et de la quantité de poils déposés. Sur le milieu RapidVet-D, ensemencé avec des poils de cobayes infectés expérimentalement, le virage est apparu dès le troisième jour pour M. canis, le quatrième pour T. equinum et le cinquième pour T. mentagrophytes, à la température optimale de 27 °C (Guillot et al., 2001). DeBoer (2015) recommande une température ambiante chaude d’environ 28 °C et juge l’obscurité inutile. Une autre source recommande l’obscurité, 30 °C et 30 % d’humidité, et attribue des faux négatifs à des conditions d’incubation insuffisantes (NAVDF, 2018). Des boîtes ensemencées avec M. canis et incubées sous quatre régimes d’éclairement (lumière continue, obscurité continue, alternance de 12 heures, éclairage ambiant) n’ont montré aucune différence de pousse ni de sporulation (Moriello et al., 2010).
Une étude rétrospective a porté sur 13 772 cultures, dont 2 876 positives à M. canis. Chez les chats non traités, 98,2 % des isolats ont été obtenus en 14 jours, et 96,8 % chez les chats en cours de traitement (Stuntebeck et al., 2018). Les rares cultures qui demandaient plus de 14 jours avaient une morphologie grossièrement anormale, une contamination qui retardait la confirmation, ou une à deux colonies seulement. Une culture peut donc être déclarée négative à 14 jours (Stuntebeck et al., 2018 ; Moriello, 2020). Cette règle vaut pour M. canis chez le chat, seule situation étudiée. On garde 3 semaines les boîtes restées sans pousse lorsqu’un Trichophyton est possible, car ce genre peut demander ce délai (Moriello, 2014). Les conseils plus anciens, qui allaient jusqu’à 4 semaines pour toutes les boîtes (DeBoer, 2015), sont, eux, dépassés. Les cultures positives se déclarent, elles, en 9 à 14 jours (Ludwig et al., 2024). Au laboratoire spécialisé, les résultats s’obtiennent même en quelques jours, avec une évaluation semi-quantitative, et non en quelques semaines comme on le répète souvent (Bourdeau, 2023). Sous des conditions d’incubation constantes, les 202 cultures diagnostiques de chats infectés d’un refuge ont d’ailleurs poussé avant 7 jours, avec une médiane de 4 jours (DeTar et al., 2019).
On inspecte les boîtes chaque jour, à contre-jour, sans les ouvrir tant que la pousse n’est pas suffisante. On voit souvent la colonie plusieurs jours avant le virage (Moriello, 2020). Ce virage n’est pas diagnostique : il ne sert qu’à signaler les colonies à examiner. Tous les champignons, y compris les saprophytes, finissent d’ailleurs par faire virer le milieu au bout de quelques jours de croissance (Moriello, 2020 ; Peano, 2026). Les colonies de dermatophytes sont pâles ou chamois, poudreuses à cotonneuses ; elles ne sont jamais vertes, grises, brunes ou noires (Moriello, 2020). Une colonie pigmentée est un contaminant, jamais un dermatophyte. Son virage arrive plusieurs jours après la colonie (Hnilica et Patterson, 2017).
Pour identifier la colonie, on en prélève un fragment avec la face collante d’un ruban adhésif transparent, puis on le monte dans du bleu coton au lactophénol. C’est la technique du drapeau de Roth (Miller et al., 2013 ; Patel et Forsythe, 2008). Les macroconidies peuvent n’apparaître qu’une semaine après la pousse de la colonie. En leur absence, mieux vaut donc attendre quelques jours et reprélever, voire repiquer sur gélose de Sabouraud (Heinrich et al., 2019). M. canis forme des macroconidies fusiformes à paroi épaisse et hérissée, de six cellules ou plus, terminées par un renflement ; au revers, la colonie est jaune orangé. N. gypsea donne une colonie plane et granuleuse, chamois à cannelle, et de nombreuses macroconidies ellipsoïdes à paroi mince, sans renflement terminal. T. mentagrophytes donne une colonie plane, blanche à crème et poudreuse, des microconidies rondes isolées ou en grappes, parfois des hyphes spiralées et des macroconidies en forme de cigare (Miller et al., 2013). Les souches évocatrices de Trichophyton, en particulier, sont à confier à un laboratoire de diagnostic (Miller et al., 2013).
5.4 Interprétation : culture positive ou négative, nombre de colonies, contaminants
Moriello (2014) propose de compter les colonies de pathogène par boîte et d’en tirer un score : P1 pour 1 à 4 colonies, P2 pour 5 à 9, P3 pour plus de 10. Un animal réellement infecté donne de nombreuses colonies, sauf erreur de prélèvement, et leur nombre diminue à mesure que l’infection se résout (Moriello, 2020). Le score permet aussi de repérer les animaux exposés à une contamination de l’environnement, dont les cultures oscillent entre négatif et P1 (Moriello, 2014). Bettenay (2018) réserve le score P1 à une seule colonie, qui fait envisager un portage transitoire et fait répéter la culture. Elle place P2 entre 1 et 4 colonies et P3 à la boîte envahie. Les deux premiers seuils se chevauchent donc dans la source elle-même. Elle propose d’interpréter une PCR positive comme un score P1.
La culture positive n’est pas pour autant la preuve d’une infection. Une culture à la brosse positive peut ne traduire qu’une contamination du pelage (Heinrich et al., 2019). Des dermatophytes s’isolent en effet du pelage de chiens et de chats sains, qui peuvent être de vrais porteurs ou avoir été récemment exposés à un environnement contaminé. Les chiens de chasse porteurs de N. gypsea en sont un exemple (Miller et al., 2013). Une culture négative, de son côté, n’exclut pas la maladie : elle peut rester muette alors que l’examen direct est positif (Miller et al., 2013). Dans les kérions, elle n’a pas identifié l’agent chez 6 des 23 chiens d’une série (Cornegliani et al., 2009). La culture d’un pseudomycétome félin décrit en Thaïlande est restée négative après 14 jours, alors que l’histologie montrait des arthroconidies (Kusolsongkhrokul et al., 2025). Enfin, les contaminants gênent la lecture : dans la grande série portugaise, 271 des 4 716 prélèvements ont dû être écartés pour cette raison (Lopes et al., 2024).
5.5 DTM en clinique ou culture au laboratoire
Dans une étude multicentrique menée en aveugle chez 47 chats et 54 chiens, le DTM de clinique a été comparé à la culture du laboratoire de mycologie. Lorsque les cliniciens d’un centre de référé examinaient la colonie à l’œil nu et au microscope, l’accord était de 97 %. Lorsque des praticiens généralistes ne lisaient que le virage de couleur, il tombait à 80,6 %, soit une erreur dans 19,4 % des cas (Kaufmann et al., 2016).
La culture en clinique n’a donc de valeur que si la colonie est examinée au microscope (Kaufmann et al., 2016). Si l’équipe n’est pas à l’aise pour identifier les colonies, le prélèvement doit partir au laboratoire de référence (Kunder, 2022). Pour Patel et Forsythe (2008), même après un DTM en clinique, il vaut mieux envoyer la souche au laboratoire. Ses techniciens ont plus d’expérience et il peut prolonger la culture dans des conditions contrôlées. Le coût des deux démarches est voisin. L’envoi d’emblée peut faire gagner du temps. Le référentiel du GEDAC recommande de même la culture dans un laboratoire de mycologie (Bensignor, 2016). Moriello (2020) conseille de conserver les boîtes dans des sachets plastiques individuels, pour éviter les contaminations croisées, la dessiccation et l’infestation du milieu par des acariens. Elle recommande aussi de contrôler la température d’incubation.
6 Les méthodes moléculaires
6.1 PCR, PCR nichée et qPCR : performances
La PCR détecte l’ADN fongique directement dans les poils, sans attendre la pousse d’une culture. Son principal avantage est la rapidité : 1 à 3 jours, contre au moins 14 jours pour une culture (Jacobson et al., 2018a). Plusieurs cibles sont utilisées, dont le gène de la chitine synthase 1 et les régions ITS de l’ADN ribosomique (Cafarchia et al., 2013 ; Jańczak et al., 2023).
Chez 132 chats, dont 28 avaient une culture positive à M. canis, une PCR commerciale en temps réel (qPCR) a identifié tous les chats positifs en culture. Sa sensibilité était de 100 % et sa spécificité de 88,5 %, avec 12 faux positifs (Jacobson et al., 2018a). Une PCR négative était donc un résultat fiable. Chez 52 chats de refuge lésionnels, une qPCR commerciale et la culture ont concordé chez 49 chats. La qPCR a reconnu 45 des 46 infections à M. canis, mais seulement 2 des 4 infections à Trichophyton spp. (Moriello et al., 2018).
Le consensus rapporte de son côté une PCR qui a correctement identifié l’infection à T. mentagrophytes chez les 7 chiens et l’infection à M. canis chez les 8 chats testés (Moriello et al., 2017). Hors des refuges, les performances sont plus basses. Une étude rétrospective a porté sur 615 chiens et chats vus dans 16 cliniques de dermatologie de référé aux États-Unis, qui ont fourni 667 paires de prélèvements. Comparée à la culture réalisée en clinique, la qPCR avait une sensibilité de 74,1 % et une spécificité de 98,1 %. Le diagnostic doit donc continuer de reposer sur plusieurs tests complémentaires (Frost et al., 2022). Kunder (2022) rapporte de même des faux négatifs dans l’expérience de l’éditeur de l’ouvrage, et conseille d’associer la PCR à une culture. Pour Bourdeau (2023), la sensibilité réelle de la PCR dépend d’abord de la qualité du prélèvement. Sa spécificité réelle dépend de l’emploi d’amorces propres à chaque dermatophyte, soit au moins quatre espèces majeures et quatre mineures, et non une ou deux.
Sur 183 prélèvements de poils, une PCR nichée (nested PCR) a atteint une spécificité de 94,1 % et une sensibilité de 100 % chez le chien. Chez le chat, la spécificité était de 94,4 % et la sensibilité de 94,9 %. Elle distinguait en outre M. canis, T. interdigitale et les espèces géophiles (Cafarchia et al., 2013). Une PCR nichée ciblant un autre gène a été positive dans 90 % de 140 prélèvements animaux, contre 85,7 % pour la microscopie après potasse et 75 % pour la culture (Piri et al., 2018). Dans l’étude de Mendes et al. (2024), déjà citée, la PCR a obtenu les meilleures sensibilité, spécificité et exactitude de toutes les méthodes comparées.
La PCR sert aussi à identifier l’espèce, par séquençage. Elle a par exemple permis d’identifier, pour la première fois en Afrique, Trichophyton indotineae chez un chien (Zineldar et al., 2025). Pour Peano (2026), la morphologie, l’espèce hôte et le contexte suffisent le plus souvent à nommer le champignon. Quand il faut aller jusqu’à l’espèce, on passe aux méthodes moléculaires.
6.2 Faux positifs et ADN non viable
La PCR détecte l’ADN des spores viables comme celui des spores mortes. Elle ne distingue donc pas le portage mécanique de la maladie (Moriello, 2020 ; Peano, 2026).
La valeur quantitative de la qPCR ne lève pas cette ambiguïté. Avant traitement, un seuil de cycle inférieur à 35,7, soit environ 300 copies d’ADN, séparait les chats positifs et négatifs en culture. Ce seuil avait une sensibilité de 92,3 % et une spécificité de 95,2 %. Pendant le traitement, en revanche, aucun seuil fiable n’est apparu, et les valeurs se chevauchaient largement (Jacobson et al., 2018b).
Certains tests ciblent aussi des groupes larges comme Microsporum spp. ou Trichophyton spp., dont le résultat est moins informatif et demande de la prudence compte tenu de la taxonomie actuelle (Peano, 2026). Enfin, le prélèvement conditionne le résultat : il faut échantillonner la lésion cible et recueillir assez de poils avec leur partie folliculaire, ou des croûtes arrachées avec leurs tiges et leurs bulbes (Moriello, 2020).
6.3 LAMP, RPA-Cas12a et MALDI-TOF
Une méthode d’amplification isotherme (LAMP) et une qPCR multiplex ont été validées sur 250 prélèvements cliniques de poils. Leur spécificité était de 100 %. Pour M. canis, leur sensibilité était de 96,9 % pour la LAMP et de 98,4 % pour la qPCR ; pour T. mentagrophytes, elle était de 93,2 % pour la LAMP et de 97,7 % pour la qPCR. La LAMP donnait son résultat en 30 minutes, la qPCR en 45 (Müş Tak et al., 2022). Un test associant amplification par recombinase et système Cas12a a donné, en une trentaine de minutes, des résultats lisibles à l’œil nu sous lumière bleue, concordants avec la culture et le séquençage (Wang et al., 2022). Une qPCR fondée sur le transfert d’énergie par résonance distingue M. canis, N. gypsea et T. mentagrophytes par leur profil de fusion, sur trois souches de référence et dix isolats cliniques seulement (Iduu et al., 2025).
La spectrométrie de masse MALDI-TOF, elle, n’identifie pas le champignon dans le poil mais sur une colonie déjà cultivée. Chez 99 chiens et chats errants de Porto Rico, dont 19 étaient porteurs d’un dermatophyte, elle a confirmé les 19 isolats identifiés au microscope (Hernandez-Bures et al., 2021). Sur des isolats vétérinaires, elle identifie bien M. canis, alors que les Trichophyton spp. atteignent à peine le seuil d’identification sûre, faute de spectres de référence en nombre suffisant (Baumbach et al., 2021). Une revue de dix études publiées entre 2008 et 2015 rapporte une exactitude allant de 13,5 à 100 % pour les dermatophytes. L’extraction préalable des protéines et une base de spectres enrichie par le laboratoire y apparaissent indispensables (L’Ollivier et al., 2017).
7 Histopathologie et autres examens
7.1 Indications et prélèvement : kérion, pseudomycétome, forme acantholytique
La biopsie est moins sensible que la culture et ses images sont aussi variables que les lésions cliniques (Miller et al., 2013). Trois situations justifient l’histologie selon le consensus : la plaie ou le nodule qui ne guérit pas, le chien à lésions faciales chroniques ou suspect de pemphigus, et l’animal à lésions inhabituelles inexpliquées (Moriello et al., 2017). D’abord, voir le champignon dans le follicule prouve que l’animal est infecté, et non simplement porteur. Cela compte quand une culture positive est difficile à interpréter (Miller et al., 2013 ; Moriello, 2019). Ensuite, la biopsie est souvent le seul moyen de diagnostic dans les formes nodulaires, kérion et pseudomycétome, où les poils et les squames ne permettent pas toujours de cultiver l’agent (Miller et al., 2013). Dans le kérion du chien, l’infection siège dans le derme. La lampe de Wood, l’examen des poils et la culture peuvent donc rester négatifs (Cornegliani et al., 2009).
Le pseudomycétome appartient au groupe hétérogène des infections fongiques à localisation sous-cutanée, avec les mycoses d’implantation et les localisations d’infections systémiques comme la cryptococcose ou l’histoplasmose. Dans ces formes profondes, l’isolement d’un champignon ne suffit pas à établir sa responsabilité, car beaucoup sont des saprophytes de l’environnement. La cytologie et l’histopathologie sont alors au centre du diagnostic, car elles montrent les éléments fongiques dans la lésion (Peano, 2026). Pour ces lésions profondes, on peut faire la culture sur un fragment tissulaire broyé. Le laboratoire doit alors connaître les hypothèses envisagées, car les champignons dimorphes comme Blastomyces, Histoplasma, Sporothrix ou Coccidioides présentent un risque pour son personnel (NAVDF, 2018).
La biopsie est aussi nécessaire lorsque la clinique évoque un pemphigus. Chez le chien, l’infection à Trichophyton spp. peut provoquer une acantholyse marquée, épidermique ou folliculaire, c’est-à-dire une perte de cohésion entre kératinocytes, parfois accompagnée d’une dermatite d’interface lichénoïde. Cette infection peut donc être confondue avec un pemphigus érythémateux ou foliacé (Miller et al., 2013).
7.2 Lésions, colorations et PCR sur tissu
Trois grands tableaux histologiques se rencontrent : une périfolliculite, une folliculite et une furonculose ; une dermatite périvasculaire superficielle ou interstitielle, hyperplasique ou spongiotique, avec une hyperkératose parakératosique ou orthokératosique marquée ; une dermatite pustuleuse intraépidermique (Miller et al., 2013). La dermatophytose devient le diagnostic le plus probable lorsque les follicules sont détruits de proche en proche par une inflammation nécrosante et pyogranulomateuse, dite « effet domino ». Il faut alors examiner chaque tige pilaire, car les éléments fongiques y sont souvent rares (Miller et al., 2013).
Le nombre d’éléments fongiques est souvent inversement proportionnel à l’intensité de l’inflammation. Chez le chat à alopécie peu inflammatoire, la biopsie montre d’énormes quantités d’arthrospores et d’hyphes autour des poils, avec une inflammation minime. Dans les infections à M. canis associées à une folliculite ou dermatite d’interface hydropique, au contraire, les éléments sont rares. Dans les infections à N. persicolor, les hyphes ne se trouvent que dans la kératine de surface (Miller et al., 2013). Le pseudomycétome se caractérise par une panniculite et une dermatite granulomateuses à pyogranulomateuses, où le champignon forme des hyphes larges de 2,5 à 4,5 µm, des pseudohyphes en chaînettes et de grandes cellules d’environ 12 µm, groupées en pseudogranules (Miller et al., 2013).
L’interprétation de la biopsie, souvent délicate, demande un histopathologiste vétérinaire compétent en dermatologie (Guaguère et Muller, 2016). Dans une étude rétrospective de 190 biopsies de chiens, 95 atteints de dermatophytose et 95 de pemphigus superficiel, tous les cas de dermatophytose étaient positifs à la fois au PAS et au Grocott, sans supériorité visuelle de l’une ou l’autre coloration (Peters et al., 2007). Des kératinocytes acantholytiques étaient présents dans 14 % des dermatophytoses, mais en nombre significativement plus faible que dans les pemphigus. Aucun dermatophyte n’a été vu dans les pemphigus.
L’histologie ne donne pas l’espèce (Moriello et al., 2017 ; Patel et Forsythe, 2008). L’idéal est alors d’adresser le fragment au laboratoire dans un peu de sérum physiologique stérile, pour une culture sur tissu broyé, en sachant que des faux négatifs restent possibles (Moriello et al., 2017). Lorsque la culture est impossible, la PCR peut identifier l’agent sur le tissu inclus en paraffine. Une PCR ciblant l’ADN ribosomique 18S a été testée sur des prélèvements vétérinaires de pseudomycétomes, chats et équidés confondus, diagnostiqués par l’histologie et la culture. Elle a identifié M. canis dans tous les cas, en concordance complète avec l’identification classique (Nardoni et al., 2007).
7.3 Sérologie et intradermoréaction
Chez le chien, un test ELISA fondé sur un extrait complet de M. canis avait une sensibilité de 83,3 % et une spécificité de 95,2 % pour identifier les chiens infectés (Miller et al., 2013). Chez 70 chats répartis entre symptomatiques, asymptomatiques et négatifs en culture, un ELISA mesurant les IgG a atteint une sensibilité de 94 % et une spécificité de 75 %, sans différence entre chats symptomatiques et asymptomatiques (Santana et al., 2018). Cet ELISA détecte les chats exposés à M. canis, ce qui ne prouve pas une infection en cours.
L’intradermoréaction à un extrait de M. canis donne des résultats difficiles à exploiter. Une réaction immédiate est apparue chez 5 % des animaux guéris à culture négative, 16 % de ceux guéris à culture positive et 17 % de ceux activement infectés. Une réaction retardée est apparue chez 87 % des animaux guéris à culture négative, 74 % de ceux guéris à culture positive et 50 % de ceux activement infectés (Miller et al., 2013). Aucune étude postérieure n’a réactualisé ces valeurs.
8 Stratégies diagnostiques
8.1 Animal lésionnel en clientèle
Aucun examen n’étant une référence, le diagnostic repose sur l’association de méthodes complémentaires, choisies selon le type de lésion et la question posée (Moriello et al., 2017 ; Peano, 2026). Tout d’abord, la lampe de Wood et le dermoscope servent à repérer les poils suspects, sans poser le diagnostic (Moriello, 2019). Puis l’examen direct de ces poils, associé au grattage des marges de la lésion, peut confirmer l’infection dès la consultation (Moriello, 2020). Ensuite, la culture confirme le diagnostic lorsque les examens de chevet sont négatifs, et identifie l’espèce lorsqu’ils sont positifs (Moriello, 2020). Finalement, la biopsie est réservée aux formes nodulaires ou atypiques et aux présentations qui évoquent un pemphigus (Miller et al., 2013 ; NAVDF, 2025). Le référentiel du GEDAC ajoute qu’un diagnostic de certitude précède la mise en place du traitement (Bensignor, 2016). Le Tableau 1 résume l’apport et les limites de chaque examen.
Aucune étude n’a comparé des stratégies diagnostiques sous contrainte de prix. Ce qui suit est donc un raisonnement, pas une donnée publiée. Lorsque les moyens du propriétaire n’autorisent qu’un seul examen, la culture mycologique est le meilleur choix, parce qu’elle est la seule à identifier l’espèce, ce qui oriente vers la source de contamination, et la seule à servir ensuite de critère de guérison (Miller et al., 2013 ; Moriello et al., 2017). Les examens de chevet gardent leur intérêt quand le résultat doit être immédiat, et la PCR quand le délai de la culture est inacceptable.
Tableau 1 : Apport et limites des examens complémentaires dans le diagnostic des dermatophytoses du chien et du chat
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Examen |
Ce qu’il apporte |
Limites principales |
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Lampe de Wood |
Repère les poils infectés par M. canis, guide le prélèvement et le suivi (Miller et al., 2013 ; Moriello, 2020) |
Ne concerne que M. canis ; sensibilité de 39,1 % chez le chien et 73,8 % chez le chat dans une étude (Dubugras et al., 1992), de 45,5 à 71 % dans d’autres séries (Cafarchia et al., 2004 ; Mrazkova et al., 2023) ; faux positifs (kératine, topiques, fibres) |
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Dermoscopie |
Repère les poils « en virgule » à prélever (Scarampella et al., 2015) |
Positive chez 21 des 36 chats positifs en culture (Dong et al., 2016) ; données rares |
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Examen direct sur poils arrachés |
Preuve d’infection vraie, résultat immédiat (Miller et al., 2013 ; Moriello, 2019) |
Positif dans 40 à 70 % des cas selon Miller et al. (2013) ; lecture qui s’apprend (Căpitan et al., 2018) |
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Examen direct sur ruban adhésif |
Rendement élevé, y compris dans le kérion (Bouza-Rapti et al., 2023 ; Ludwig et al., 2024) |
Petits effectifs (20 et 45 animaux) |
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Culture |
Identification de l’espèce, nombre de colonies utile au suivi, examen à privilégier si un seul est possible (Miller et al., 2013 ; Moriello, 2014) |
Résultat en 14 jours (Stuntebeck et al., 2018) ; ne distingue pas portage et infection ; virage du DTM non diagnostique (Peano, 2026) |
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PCR, qPCR |
Résultat en 1 à 3 jours ; PCR négative fiable en refuge (Jacobson et al., 2018a) |
Détecte l’ADN non viable ; sensibilité de 74,1 % en pratique de référé (Frost et al., 2022) |
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Histopathologie |
Preuve d’infection vraie ; seul recours fréquent dans le kérion et le pseudomycétome (Miller et al., 2013) |
Moins sensible que la culture |
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Sérologie |
Détecte l’exposition à M. canis (Santana et al., 2018) |
Ne distingue pas exposition et infection |
Aucune étude vétérinaire n’a mesuré la performance des examens sur les griffes, et les données humaines ne se transposent pas.
Un examen négatif n’exclut pas la maladie. C’est la combinaison de résultats concordants qui établit le diagnostic (Moriello, 2019). Dans une série grecque de 76 animaux atteints, au moins deux tests parmi le trichogramme, le ruban adhésif et la culture sur DTM étaient positifs chez 28 des 40 chiens et 23 des 36 chats (Bouza-Rapti et al., 2025).
8.2 Particularités chez le chien
Chez le chien, la folliculite staphylococcique est bien plus fréquente, au point que Miller et al. (2013) rappellent l’adage : ce qui ressemble à une teigne chez le chien n’en est probablement pas une. La lampe de Wood y est aussi moins utile : sa sensibilité n’était que de 39,1 % chez le chien dans l’étude de Dubugras et al. (1992).
Les espèces en cause diffèrent d’une région et d’un mode de vie à l’autre. Pour Bourdeau (2023), M. canis n’a plus le quasi-monopole chez le chat, et encore moins chez le chien, alors qu’une série grecque l’a isolé chez 96,2 % des chiens (Bouza-Rapti et al., 2025). Ces deux constats décrivent des populations différentes. Dans l’étude suisse déjà citée, 93 % des chats porteurs d’Arthroderma vanbreuseghemii, téléomorphe du complexe T. mentagrophytes, étaient des chasseurs, et tous avaient des lésions. Les chats strictement d’intérieur étaient au contraire presque exclusivement infectés par M. canis. Cette espèce a aussi été isolée chez le chien (Drouot et al., 2009). Le mode de vie oriente donc l’hypothèse autant que la géographie.
Trois situations cliniques demandent ensuite d’adapter la démarche.
La première est l’infection à Trichophyton spp., qui touche souvent la face : dans une série de 64 chiens infectés par le complexe T. mentagrophytes, les lésions siégeaient d’abord sur le museau (48 %), puis sur le reste de la tête hors pavillons auriculaires (21 %). Le début des signes culminait en octobre, et les chiens de chasse comme les terriers étaient surreprésentés (Pieper et al., 2023). Le chien de chasse ou le terrier présentant des lésions croûteuses et pustuleuses de la face ou généralisées doit faire rechercher N. gypsea, N. persicolor ou T. mentagrophytes. La lampe de Wood y est généralement négative et l’examen direct souvent difficile à interpréter (Guaguère et Muller, 2016). Chez ces chiens, l’histologie peut simuler un pemphigus (Miller et al., 2013).
La deuxième est l’infection à N. persicolor, qui ne touche pas les poils : elle impose de prélever les squames et la kératine de surface (Miller et al., 2013).
La troisième est la forme nodulaire. Le kérion demande un calque de l’exsudat, plus rentable que l’examen des poils, et parfois une biopsie (Cornegliani et al., 2009). Dans les formes érosives et ulcérées, kérion et pseudomycétome compris, la fluorescence fait défaut et le trichogramme aide peu. La culture, voire plusieurs biopsies, deviennent donc nécessaires (Verde, 2018). Les granulomes ne se limitent d’ailleurs pas au kérion : des granulomes dermiques et sous-cutanés à T. mentagrophytes ont été décrits chez un chien à dermatophytose superficielle chronique, diagnostiqués par la biopsie et la culture des nodules (Bergman et al., 2002).
8.3 Refuges, chatteries et dépistage
En collectivité, il ne s’agit plus seulement de confirmer une infection, mais de repérer vite les animaux infectés parmi de nombreux porteurs. La présence de lésions est un mauvais critère de dépistage. Dans un refuge, 5 644 chats ont été examinés et cultivés à la brosse entre 2003 et 2005. Des dermatophytes ont été isolés chez 584 chats, dont 94 seulement présentaient des lésions. À l’inverse, 287 des 381 chats lésionnels étaient négatifs en culture (Verbrugge et al., 2006). Un tri fondé sur les seules lésions aurait laissé passer 83,9 % des chats positifs. Dans un autre refuge, 273 chats avaient une culture positive, mais seuls 60 d’entre eux étaient lésionnels, positifs à la lampe de Wood et à l’examen direct. Les 213 autres, sans lésion et négatifs à la lampe de Wood, ont été considérés comme porteurs (Moriello, 2020). Dans la série portoricaine déjà citée, la proportion de positifs était plus élevée parmi les animaux sans lésion (36 %) que parmi les animaux lésionnels (13,5 %), la source ne donnant pas l’effectif de chacun de ces deux groupes (Hernandez-Bures et al., 2021).
Un examen soigneux à la lampe de Wood, dès l’admission, sert alors à repérer les chats à haut risque. Dans un refuge accueillant plus de 1 200 chats par an, elle a permis de poursuivre les admissions et les adoptions pendant l’éradication d’une dermatophytose endémique (Newbury et al., 2015). Ailleurs, lorsque les résultats de la lampe de Wood étaient discordants au sein d’une portée ou d’un foyer, tous les chats étaient positifs en culture dans 78,8 % des groupes (DeTar et al., 2019). La culture à la brosse ou à la moquette reste l’examen de dépistage des porteurs, avec une sensibilité voisine de 90 % pour les deux techniques (Bourdeau et al., 2004). Le nombre de colonies aide ensuite à distinguer les porteurs mécaniques des chats aux lésions débutantes : Moriello (2014) recommande pour cela de combiner le décompte des colonies à un nouvel examen sous lumière blanche et sous lampe de Wood. La PCR peut accélérer la sortie des animaux indemnes, grâce à sa rapidité et à la fiabilité de son résultat négatif (Jacobson et al., 2018a).
8.4 Suivi du traitement et guérison mycologique
La guérison clinique ne suffit pas : le traitement se poursuit jusqu’à la guérison mycologique (Moriello, 2020).
La lampe de Wood sert aussi au suivi chez les chats dont l’infection fluoresce. Au début de l’infection, la fluorescence n’occupe que la base du poil. Une fois l’infection installée, elle gagne toute la tige. Sous un traitement efficace, la base du poil s’éteint la première, la fluorescence se limite aux pointes, puis disparaît (Miller et al., 2013). Dans une étude contrôlée contre placebo chez des chats traités par itraconazole sans topique, 39 chats sur 40 étaient négatifs à la lampe de Wood à la neuvième semaine. À la même date, 36 avaient au moins une culture négative et 24 en avaient deux (Moriello, 2020). Dans cette étude, la fluorescence avait donc disparu avant la négativation des cultures.
On recommandait classiquement deux, voire trois cultures négatives successives (Miller et al., 2013), à deux semaines d’intervalle (Kunder, 2022). En chatterie, on cultivait tous les chats toutes les 2 à 4 semaines, car les chats restant positifs pendant que les autres guérissaient étaient de véritables réservoirs (DeBoer, 2006). Dans une étude rétrospective portant sur 371 chats de refuge traités, la première culture négative annonçait la guérison chez 90,3 % d’entre eux (Stuntebeck et al., 2020). Chez les chats sains par ailleurs, l’accord entre une et deux cultures négatives était très bon. Les exceptions tenaient à deux situations : une erreur de prélèvement dans les trois premières semaines de traitement, ou une maladie concomitante. Les 17 chats de ce second groupe ont guéri en 11 semaines en moyenne. Chez un animal sain, bien traité et vivant dans un environnement nettoyé, une seule culture négative peut donc suffire (Stuntebeck et al., 2020). Le score de colonies aide aussi à lire l’évolution : un score qui reste élevé signale un échec, une remontée brutale une rechute, et des oscillations entre négatif et P1 une recontamination par l’environnement (Moriello, 2014).
La PCR, en revanche, se prête mal à ce suivi. À la première culture négative, la PCR était encore positive chez 14 des 17 chats suivis. À la deuxième, elle l’était encore chez 11 d’entre eux (Jacobson et al., 2018a). Avec une qPCR commerciale, le test spécifique de M. canis a correctement identifié la guérison chez 39 des 46 chats, et le test Microsporum spp. chez 30 (Moriello et al., 2018). En pratique de référé, la sensibilité de la qPCR pendant le suivi était de 77,8 % et sa spécificité de 92 % (Frost et al., 2022). Laver et sécher le pelage avant un prélèvement de contrôle enlève les spores mortes restées sur les poils. Sinon, leur ADN rend la PCR positive à tort (Moriello, 2020). Une PCR négative chez un chat traité reste compatible avec la guérison, de même qu’une culture négative chez un chat sans lésion et négatif à la lampe de Wood, en dehors de quelques extrémités de poils encore fluorescentes (NAVDF, 2025).
Conclusion
Un examen qui montre le champignon dans le poil ou dans le tissu suffit à conclure, alors qu’aucun examen négatif n’autorise à écarter la maladie. La lampe de Wood et le dermoscope orientent le prélèvement. L’examen direct, sur poils arrachés comme sur ruban adhésif, confirme l’infection au chevet de l’animal. La culture est le seul examen qui donne l’espèce. Encore faut-il regarder la colonie au microscope, car un milieu qui vire au rouge ne prouve rien : des moisissures le font aussi. Quant au nombre de colonies, il baisse à mesure que l’animal guérit. C’est donc un bon repère pour le suivi. La PCR raccourcit le délai du diagnostic, mais elle détecte aussi l’ADN des spores mortes et se prête mal au suivi. La biopsie garde sa place dans les formes nodulaires et dans les présentations qui évoquent un pemphigus. La démarche doit être encore plus rigoureuse chez le chien, car la dermatophytose y est moins fréquente que la folliculite bactérienne et les espèces non fluorescentes y sont plus nombreuses.
Questions fréquentes
Une lampe de Wood négative exclut-elle une teigne ?
Non. La lampe de Wood ne détecte que M. canis, et les infections à Trichophyton ou à N. gypsea ne fluorescent pas ou très peu. Chez un utilisateur entraîné, la fluorescence est retrouvée dans la grande majorité des infections non traitées à M. canis (Moriello, 2019 ; Long et Gow, 2026), mais les sensibilités mesurées sur le terrain sont plus basses, de 39,1 % chez le chien à 73,8 % chez le chat dans une même étude (Dubugras et al., 1992).
Une fluorescence verte suffit-elle à poser le diagnostic ?
Non. De nombreuses substances fluorescent, et une fluorescence peut persister après la guérison. Les poils fluorescents doivent être examinés au microscope ou mis en culture (Miller et al., 2013 ; Marsella, 2021).
Combien de temps faut-il garder une culture avant de la déclarer négative ?
Quatorze jours suffisent dans la très grande majorité des cas. Sur 13 772 cultures, 98,2 % des isolats des chats non traités et 96,8 % de ceux des chats en cours de traitement ont été obtenus dans ce délai (Stuntebeck et al., 2018).
Le virage au rouge d’un DTM confirme-t-il une dermatophytose ?
Non. Le virage signale seulement une colonie à examiner. Tous les champignons finissent par faire virer le milieu. Seul le microscope dit lequel a poussé, d’après la forme des conidies (Moriello, 2020 ; Peano, 2026).
Une PCR positive signifie-t-elle que l’animal est infecté ?
Pas nécessairement. La PCR détecte l’ADN des spores vivantes comme mortes et ne distingue pas le portage de l’infection (Moriello, 2020). En revanche, une PCR négative s’est révélée fiable chez le chat de refuge (Jacobson et al., 2018a).
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